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Nach dem Abitur im Jahr 1985 nahm Kornath ein Chemiestudium an der Universität Dortmund auf, das er 1989 abschloss. Seine akademische Laufbahn setzte er mit einer Diplomarbeit unter der Leitung von Professor Rolf Minkwitz fort, bei der er sich mit der Chemie der Mercaptosulfoniumsalze beschäftigte und die er im September 1990 erfolgreich abschloss.

1993 wurde er mit der Arbeit Beiträge zur Chemie der Chalkogen- und Pnikogeniumsalze und der Triphenylsilysulfane bei Professor Minkwitz in Dortmund promoviert.

Es folgte ein Postdoktorat an der University of Alabama in Tuscaloosa, USA. Kornath kehrte anschließend nach Deutschland zurück und war von Januar 1995 bis September 2000 als Wissenschaftlicher Mitarbeiter an der Universität Dortmund tätig. Während dieser Zeit verbrachte er auch drei Monate an der University of California in Los Angeles.

Andreas Kornath habilitierte sich 2000 mit der Arbeit Strukturaufklärung ligandenfreier Metallcluster–Reaktivität nackter Anionen in Dortmund. In der Folgezeit arbeitete Kornath dort als Dozent und später als leitender Wissenschaftlicher Mitarbeiter im Fachbereich Anorganische Chemie. Zwischen April 2005 und Juli 2006 vertrat er Professuren im Fach Anorganische Chemie an den Universitäten Rostock und München. Ab August 2006 war er als Universitätslehrer in Dortmund tätig, bevor er im April 2007 eine Professur für Anorganische Chemie an der LMU antrat, die er bis zu seinem Lebensende innehatte.

Kornaths Forschungsschwerpunkt waren extrem starke Säuren, auch Superacids genannt. Ihn interessierten vor allem die damit verbundenen Phänomene, die nicht nur auf der Erde, sondern auch im interstellaren Raum von Bedeutung sind.

Die Säurestärke spielt eine entscheidende Rolle für zahlreiche chemische Reaktionen in biologischen und technischen Prozessen. Superacids erreichen die höchsten bekannten Aciditäten und bieten daher ein enormes Potenzial für die Untersuchung hochreaktiver Zwischenprodukte sowie für Anwendungen in technischen Verfahren.

Andreas Kornaths wissenschaftliche Arbeit, gekennzeichnet durch sein Engagement für die Forschung und Lehre, hat die Fachwelt der Anorganischen Chemie maßgeblich bereichert. Sein Vermächtnis wird durch seine zahlreichen Veröffentlichungen und die Generationen von Chemikern, die er ausgebildet und inspiriert hat, fortbestehen.

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Das Cockayne-Syndrom gehört zu den autosomal-rezessiv vererbbaren schweren Erkrankungen, bei denen Mechanismen der DNA-Reparatur gestört sind. Betroffene haben eine deutlich verkürzte Lebenserwartung. Sie leiden an Gesichtsfehlbildungen, Wachstumsstörungen, neurologischen, kognitiven und sensorischen Einschränkungen, Fehlbildungen von Knochen, Gelenken und Muskulatur sowie Nierenproblemen und an vorzeitiger Alterung. Gemeinsam mit Xeroderma pigmentosum (XP) gehört das Cockayne-Syndrom (CS) zu den Erkrankungen, bei denen Elemente der Nukleotidexzisionsreparatur (NER) gestört sind. Ziel dieses Reparaturmechanismus ist es, Schäden an der DNA zu beheben, die durch verschiedene Ursachen wie UV-Licht, Chemikalien oder andere Umweltfaktoren entstehen.

Forschende aus der Gruppe des Biochemikers Professor Julian Stingele vom Genzentrum der LMU haben jetzt Details zur Rolle der beim Cockayne-Syndrom betroffenen Gene CSA und CSB herausgefunden. Diese codieren für zwei Enzyme, die im Zusammenhang mit der DNA-Reparatur stehen. Die Ergebnisse der Arbeit sind im Fachmagazin Nature Cell Biology erschienen. „Unsere Daten weisen auf eine neue, bisher unbekannte Funktion dieser beiden Gene beziehungsweise ihrer Genprodukte bei der Reparatur von kovalenten DNA-Protein-Bindungen im Zuge der Transkription hin“, berichtet Stingele. Hierbei handelt es sich um zelltoxisch wirkende, biologisch unerwünschte Bindungen von Proteinen an die DNA.

Ein Hindernis für die Transkription

NewsKollidierende Ribosomen aktivieren RNA-Reparatur WeiterlesenIn Zusammenarbeit mit Forschenden der Universität Cambridge konnten die Wissenschaftlerinnen und Wissenschaftler zeigen, dass DNA-Protein-Bindungen ein physisches Hindernis für die Fortsetzung der Transkription darstellen. Der Stopp der Transkription bringt CS-Proteine zu den Blockadestellen. „Unsere Ergebnisse deuten darauf hin, dass CSB und CSA anschließend die transkriptionsgekoppelte Reparatur der toxischen DNA-Protein-Bindungen einleiten“, sagt Stingele. „Diese bisher unerkannte zelluläre Funktion der CS-Proteine führt zur Markierung des DNA-Schadens – und damit dessen enzymatischem Abbau.“

Die Studie ergab auch, dass diese neue Funktion der CS-Proteine unabhängig von der Funktion der bekannten klassischen TC-NER (transcription-coupled nucleotide excision repair)-Enzyme ist, die unter anderem bei der Reparatur von DNA-Schäden durch UV-Licht zum Einsatz kommen – und deren Fehlen zu Xeroderma pigmentosum führt. „Die Tatsache, dass CS-Proteine zusätzliche Funktionen haben, ist bemerkenswert. Sie könnte dazu beitragen, die pathologischen Unterschiede zwischen Xeroderma pigmentosum und dem Cockayne-Syndrom zu erklären“, sagt Stingele. So sei CS, verglichen mit XP, eine schwerere und facettenreichere Krankheit mit komplexen und unvollständig verstandenen Ursachen. Im nächsten Schritt will Stingeles Forschungsgruppe den genauen Ablauf der durch CS-Proteine vermittelten Reparatur entschlüsseln.

Christopher J. Carnie et al.: Transcription-coupled repair of DNA-protein crosslinks depends on CSA and CSB. Nature Cell Biology 2024

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Hier die Eckpunkte dieses neuen RSC Platinum Modells:

• Laufzeit 4 Jahre
• Dauerhafter Lesezugriff auf die im gesamten RSC-Zeitschriftenportfolio während des Vertragszeitraums publizierten Inhalte
• Unbegrenzte OA-Publikationsrechte (CC-BY als Standardlizenz) für „Corresponding Authors“ der LMU in allen hybriden und Gold-OA-Zeitschriften
• Die Zuordnung des Corresponding Author zur LMU erfolgt ausschließlich über die E-Mail-Adresse (@....lmu.de, @....uni-muenchen.de, @....cup.uni-muenchen.de, o.ä.)

Nähere Informationen und die der Vereinbarung zugrunde liegende aktuelle Titelliste finden Sie hier.

Bei Fragen oder Problemen im Zusammenhang mit der RSC-Vereinbarung wenden Sie sich gerne an Ihren Fachreferenten:

Dr. Andreas Will
andreas.will@ub.uni-muenchen.de
+49 89 2180 77065

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Der Unitag ist eine Veranstaltung der LMU, bei der eine Gruppe von ausgewählten Oberstufenschülerinnen und -schülern aus Gymnasien in Oberbayern im Verlauf eines Semesters die verschiedenen Fakultäten der Universität besucht. Am 8. Dezember 2023 war die Gruppe zu Gast an den Departments Chemie und Biochemie.

Die Schülerinnen und Schüler lernten unser kombiniertes Chemie/Biochemie-Studium und unser Lehramtsstudium kennen, nahmen an einer Vorlesung teil und führten mit Begeisterung selbst Experimente in verschiedenen Laboren durch.

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Abläufe in unserem Körper sind durch das Zusammenspiel verschiedener Biomoleküle, wie etwa von Proteinen und DNA, geprägt. Diese Prozesse finden in einem Bereich von oft nur wenigen Nanometern statt. Sie lassen sich somit mit Fluoreszenzmikroskopie nicht mehr beobachten, deren Auflösungsgrenze aufgrund der Lichtbeugung bei etwa 200 Nanometern liegt. Befinden sich zwei Farbstoffe, mit denen man Biomoleküle markiert, näher zusammen als diese optische Grenze, kann man ihre Fluoreszenz unter dem Mikroskop nicht mehr unterscheiden. Da diese jedoch zur Lokalisierung der Farbstoffe herangezogen wird, ist eine korrekte Positionsbestimmung unmöglich.

Klassischerweise wird die Auflösungsgrenze in super-auflösenden Mikroskopiemethoden umgangen, indem man die Farbstoffe zum Blinken bringt und ihre Fluoreszenz wortwörtlich an- und wieder ausschaltet. So wird die Fluoreszenz zeitlich getrennt und damit unterscheidbar, was Lokalisationen unterhalb der klassischen Auflösungsgrenze ermöglicht. Für Anwendungen, in denen schnelle dynamische Prozesse untersucht werden, hat dieser Trick jedoch einen entscheidenden Nachteil: Das Blinken sorgt dafür, dass mehrere Farbstoffe nicht gleichzeitig lokalisiert werden können. Das verschlechtert die zeitliche Auflösung bei der Untersuchung dynamischer Prozesse, die unter Beteiligung mehrerer Biomoleküle stattfinden, erheblich.

Unter der Leitung von LMU-Chemiker Professor Philip Tinnefeld und in Kooperation mit Professor Fernando Stefani (Buenos Aires) haben Forschende der LMU mittels pMINFLUX multiplexing nun einen eleganten Ansatz entwickelt, um dieses Problem zu lösen. Die Methode wurde kürzlich im Fachmagazin Nature Photonics veröffentlicht. MINFLUX ist eine super-auflösende Mikroskopiemethode, die Lokalisationen mit Präzisionen von nur einem Nanometer ermöglicht. Im Gegensatz zu konventionellem MINFLUX registriert pMINFLUX die Zeitdifferenz zwischen der Anregung der Farbstoffe mit einem Laserpuls und der daraus folgenden Fluoreszenz in Sub-Nanosekunden-Auflösung. Das ermöglicht neben ihrer Lokalisation Einblicke in eine grundlegende Eigenschaft der Fluoreszenzfarbstoffe: ihre Fluoreszenzlebensdauer. Diese beschreibt, wie lange es im Schnitt dauert, bis ein Farbstoffmolekül nach seiner Anregung fluoresziert.

Die Funktionsarchitektur, die sich selber baut

„Die Fluoreszenzlebensdauer hängt vom verwendeten Farbstoff ab“, erklärt Fiona Cole, Erstautorin der Publikation. „Wir haben Unterschiede in der Fluoreszenzlebensdauer bei Verwendung verschiedener Farbstoffe genutzt, um die Fluoreszenz den unterschiedlichen Farbstoffmolekülen zuzuordnen, ohne dass ein Blinken und eine damit verbundene zeitliche Trennung nötig ist“. Die Forschenden adaptierten hierfür den Lokalisierungsalgorithmus und bauten ein multiexponentielles Fit-Model ein, um die gewünschte Auftrennung zu erreichen. „Das hat uns erlaubt, die Position mehrerer Farbstoffe gleichzeitig zu bestimmen und so schnelle dynamische Prozesse zwischen mehreren Molekülen mit nanometergenauen Präzisionen zu untersuchen“, fügt Jonas Zähringer, ebenfalls Erstautor, hinzu. Die Forschenden demonstrierten ihre Methode durch das genaue Tracken zweier DNA-Stränge während des Wechsels zwischen verschiedenen Positionen auf einer DNA-Origami-Nanostruktur, die Auftrennung von Translations- und Rotationsbewegungen einer DNA-Origami-Nanostruktur und die Messung des Abstandes zwischen den Antigen-Anbindestellen von Antikörpern. „Das ist jedoch erst der Anfang“, so Philip Tinnefeld. „Ich bin mir sicher, dass pMINFLUX multiplexing mit seiner hohen zeitlichen und räumlichen Auflösung in Zukunft neue Erkenntnisse über Proteininteraktionen und andere biologische Phänomene liefern wird."

INFO: Fiona Cole, Jonas Zähringer, Johann Bohlen, Tim Schröder, Florian Steiner, Martina Pfeiffer, Patrick Schüler, Fernando D. Stefani & Philip Tinnefeld: Super-resolved FRET and co-tracking in pMINFLUX. Nature Photonics 2024

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Molekulare Reaktionsnetzwerke, welche die unterschiedlichen Reaktionsmöglichkeiten eines Systems aufzeigen, sind von zentraler Bedeutung für die Chemie und Biochemie. Prominente Beispiele verzweigter Netzwerke sind die molekularen Ursprünge des Lebens; man denke nur an das weithin bekannte „Ursuppen“-Experiment (Miller-Urey-Experiment) von 1953 zum Entstehen organischer Moleküle in der frühen Erdatmosphäre oder an die Bildung von Molekülen im interstellaren Raum. Solche Reaktionsnetzwerke zu verstehen, vorherzusagen und letztlich zu berechnen ist eine hochkomplexe Aufgabe. Mit der Entwicklung eines sogenannten Hyperreaktors verfolgt das Team um Christian Ochsenfeld, Professor für Theoretische Chemie an der LMU, genau dieses anspruchsvolle Ziel.

Mit den Mitteln der Theoretischen Chemie lassen sich solche Reaktionsnetzwerke simulieren. Eine zentrale Herausforderung dabei ist die Komplexität der Potentialhyperflächen chemischer Systeme mit zahlreichen Minima sowie verbindenden Sattelpunkten. Letztere stellen Energiebarrieren dar, die es für eine chemische Reaktion zu überwinden gilt. Vereinfacht kann man sich diese Potentialhyperfläche als eine Gebirgslandschaft vorstellen, wobei die Täler unterschiedlichen Molekülen beziehungsweise Strukturen und die Berge den zu überwindenden Energiebarrieren entsprechen.

Die Schwierigkeit der häufig sehr hohen Energiebarrieren wurde in ersten Ansätzen durch Simulation unter periodischen Kontraktionen (Druck) sowie sehr harschen Reaktionsbedingungen wie extrem hohen Temperaturen vermieden, um die chemischen Reaktionen zu erzwingen. Das allerdings führte auch zu unrealistischen Reaktionen und Fragmentierungen. Im Gegensatz hierzu erlaubt der neue Hyperreaktor der Ochsenfeld-Gruppe eine Erforschung der komplexen Reaktionsnetzwerke unter milden Bedingungen. Dafür lassen sich periodische Kontraktionen des molekularen Systems simulieren und mit der Erkundung des chemischen Raumes auf geglätteten Potentialflächen koppeln.

Anwendungsbeispiele des Hyperreaktors wie die Berechnung der nicht-enzymatischen DNA-Nukleotidsynthese, die experimentell in der Gruppe von Oliver Trapp, Professor für Organische Chemie an der LMU, erforscht werden, oder auch die Synthese von Glycinal, Acetamid und Carbamidsäure in interstellarem Eis bei -263°C, geben erste Eindrücke der neuen Berechnungsmöglichkeiten. Insbesondere in Kombination mit neuen rund 1000-fach schnelleren quantenchemischen Methoden, die ebenfalls im Arbeitskreis Ochsenfeld entwickelt wurden, eröffnet der Hyperreaktor neue Perspektiven für das Erkunden komplexer Reaktionsnetzwerke sowie die Erforschung vielfältiger chemischer und biochemischer Synthesewege.

Alexandra Stan-Bernhardt, Liubov Glinkina, Andreas Hulm, Christian Ochsenfeld: Exploring Chemical Space Using Ab Initio Hyperreactor Dynamics; ACS Central Science 2024

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Die Synthese von Proteinen in der Zelle, die Translation, ist ein zentraler Prozess des Lebens. Dabei wird der genetische Code des Erbguts in die Aminosäuresequenz der Proteine übersetzt. Der Vorgang ist komplex – und wird seit Jahrzehnten im Detail untersucht.

Durchgeführt wird die Proteinbiosynthese von speziellen molekularen Maschinen, den Ribosomen, die aus einer großen und einer kleinen Untereinheit bestehen. Am Ende der Proteinbiosynthese müssen diese Proteinfabriken in ihre Einzelteile zerlegt (recycled) werden, damit sie die nächste Runde der Translation durchlaufen können.

Jetzt hat ein Team um Professor Roland Beckmann, Dr. Thomas Becker und Ivan Penchev vom Genzentrum der LMU zusammen mit Forschenden der Stanford University um Professor Ron Kopito gezeigt, wie das Recycling von Ribosomen, die am sogenannten endoplasmatischen Retikulum (ER) lokalisiert sind, abläuft. Sie entschlüsseln dabei die Rolle eines Enzyms, einer speziellen E3-Ligase, die eine kleine Proteinmodifikation namens UFM1 mit der großen ribosomalen Untereinheit verknüpft, als zentralen Mechanismus des Recyclings. Details der Untersuchung wurden im renommierten Fachmagazin Nature veröffentlicht.

Detaillierte Einblicke in das Recycling von Ribosomen

Zu finden sind Ribosomen meist frei im Zytoplasma. „Hier wissen wir recht genau, wie das Recycling funktioniert“, sagt Becker. Teilweise sind sie jedoch am endoplasmatischen Retikulum zu finden, einer Membran, welche die Zelle durchzieht.

Viele Proteine entstehen zwar im Zytosol, müssen dann aber in andere Organellen gebracht werden, beispielsweise in das Mitochondrium, in Chloroplasten und in viele mehr. Wird ein Protein an der ER-Membran synthetisiert, so wird die gesamte Translationsmaschinerie auf die ER-Membran gedockt. Dies erfolgt mit Hilfe eines Protein-leitenden Kanals (SEC61), der Proteine schon während ihrer Synthese durch die Membran schleusen oder in die Membran einlagern kann.

Nach Abschluss der Translation bringt das einen weiteren Recycling-Schritt mit sich, der spezifisch für die ER-Membran ist: Am Ende muss die große Untereinheit des Ribosoms vom Protein-leitenden Kanal wieder abgelöst werden. Beckmanns Team konnte nun zeigen, wie dieser Teilschritt abläuft: Wenn die Translation abgeschlossen ist, wird die große Untereinheit der Ribosomen von der E3-Ligase erkannt. „Sie platziert – bildlich gesprochen – einen kleinen Keil, das Protein UFM1, an der großen Untereinheit“, erklärt Becker. „Dadurch bildet sich ein stabiler Komplex aus der modifizierten 60S-Untereineinheit und der E3-Ligase aus. Das führt zeitgleich dazu, dass die große Untereinheit sich von SEC61 ablöst. Dies ist ein sehr wichtiger Schritt, um die große Untereinheit wieder im Zytosol für die nächste Runde verfügbar zu haben.“

Paul A. DaRosa, Ivan Penchev, Samantha C. Gumbin, Francesco Scavone, Magda Wąchalska, Joao A. Paulo, Alban Ordureau, Joshua J. Peter, Yogesh Kulathu, J. Wade Harper, Thomas Becker, Roland Beckmann & Ron R. Kopito: UFM1 E3 ligase promotes recycling of 60S ribosomal subunits from the ER. Nature 2024